TP N°3- Membrana Plasmática

Consigna del trabajo: lee atentamente este trabajo práctico. Investiga sobre el tema. Realiza un informe donde incorpores los tres cuadros que se presentan en el trabajo, e indica, anticipándote, qué resultados esperarías en cada tubo y por qué (justificación). La justificación ponla debajo de cada cuadro, en un párrafo donde demuestres los conceptos teóricos que sustentan tus afirmaciones.

Fecha de entrega: 8/5/2020.-

Enviar como datos adjuntos a : profdmoreno@gmail.com

ASUNTO (indicar):  TP3 Lab de orgánica- 6°3- alumno

Fundamentación: La ósmosis se define como el pasaje de un solvente, a través de una membrana semipermeable, desde la solución más diluida a la más concentrada. A la solución que es más concentrada con respecto a otra se la llama hiperosmótica y a la menos concentrada se la denomina hipoosmótica.

Teoría de van 't Hoff: Se han propuesto diversas teorías para explicar la causa de la ósmosis. La primera teoría fue la del bombardeo de van't Hoff, que está basada en la analogía entre la ecuación de la presión osmótica y la ley de los gases ideales. Van't Hoff describió la presión osmótica como el resultado de las colisiones de las moléculas de soluto contra la membrana semipermeable, y supuso que las moléculas de disolvente no contribuían de ninguna manera. Con este modelo, la presión osmótica de una disolución es la misma presión que un gas ideal ejercería si ocupase el mismo volumen de la disolución.

Osmolaridad: La concentración osmótica, normalmente conocida como osmolaridad, es la medición de la concentración de solutos, definida como el número de osmoles (Osm) de un soluto por litro (L) de solución (osmol/ L or Osm/L).

La osmolaridad de una solución está usualmente expresada en Osm/L (pron unciado Osmolar), de la misma manera que la molaridad de una solución está expresada como "M" (pronunciado Molar"). Mientras que la molaridad mide el número de moles de un soluto por unidad de volumen de una solución; la osmolaridad mide el número de osmoles de soluto participantes por unidad de volumen de una solución.

Presión osmótica: La presión osmótica puede definirse como la presión que se debe aplicar a una solución para detener el flujo neto de disolvente a través de una membrana semipermeable.

Cuando se colocan soluciones de distinta concentración, separadas por una membrana semipermeable (membrana que deja pasar las moléculas de disolvente pero no las de los solutos), las moléculas de disolvente, pasan habitualmente desde la solución con menor concentración de solutos a la de mayor concentración. Este fenómeno recibe el nombre de ósmosis, palabra que deriva del griego osmos, que significa "impulso". Al suceder la ósmosis, se crea una diferencia de presión en ambos lados de la membrana semipermeable: la presión osmótica.

La ósmosis tiene una gran importancia en los seres vivos. Las células de los organismos están rodeadas por fluidos acuosos, como la sangre, la linfa, o la savia, que contienen concentraciones de diferentes solutos.

Las membranas celulares son permeables al agua, al oxígeno, al nitrógeno, al dióxido de carbono, y a otras moléculas orgánicas de pequeño tamaño, como glucosa o aminoácidos, mientras que son impermeables a las moléculas poliméricas, como proteínas y polisacáridos. En cambio, los iones inorgánicos y los disacáridos, como la sacarosa, pasan muy lentamente a través de las membranas celulares.

Las células también tienen la capacidad de transportar especies químicas a través de su membrana desde una región de baja concentración de la especie a una región de concentración más elevada, en sentido contrario al del flujo espontáneo.

Existe un gran número de especies, tanto en el fluido que rodea la célula como en el fluido celular o citoplasma, que no pueden atravesar la membrana. Si la concentración total de este soluto es más grande en el fluido que rodea la célula, esta perderá agua por ósmosis, y se dice que el fluido circundante es hipertónico respecto al fluido celular (tiene mayor presión osmótica). En caso contrario, cuando la concentración total del soluto que no puede atravesar la membrana es mayor en el fluido de la célula, esta ganará agua del líquido hipotónico circundante (de menor presión osmótica). Cuando no se produce transferencia neta de agua entre el fluido celular y el que rodea la célula, se dice que los dos fluidos son isotónicos, es decir, tienen la misma presión osmótica. La sangre y la linfa son aproximadamente isotónicos respecto de las células de un organismo.

Los líquidos de las inyecciones contienen una disolución salina isotónica con la sangre, porque si se inyectara agua directamente, los eritrocitos de la sangre la absorberían por ósmosis hasta estallar.

Fuente: https://es.wikipedia.org/wiki/Presi%C3%B3n_osm%C3%B3tica#Teor%C3%ADa_de_van_'t_Hoff

Efectos de las soluciones sobre células animales y vegetales.

MATERIALES:

Cápsulas de petri                     Pinceles                       Termómetro                 Gradilla          

Marcadores para vidrio           Portaobjetos                Regla                           Pinzas

Cubreobjetos                           Sacabocado                 Aguja de disección

Guantes                                   Capilares heparinizados                                   Microscopio

Probetas o pipetas (5 ml)         Bisturí                                                             Baño de agua (70 °C)   

Agarradera                             Tubos de ensayo                                              Freezer

Vasos de precipitación            

Azul de Metileno                     Sangre fresca              Hielo                           Catáfila de cebolla

Etanol                                      Acetona                       Alcohol                        Agua destilada

Una remolacha                        Huevos de gallina         Aceite

Soluciones de ClNa (al 40% y al 0,85 %) 

ACTIVIDADES A DESARROLLAR

1.- Comportamiento de células animales y vegetales en soluciones de distinta concentración.

a.- Numere tres cápsulas de Petri y coloque en cada una un trozo de catáfila de cebolla. Agregue a la Nº1 solución de ClNa al 40%, a la Nº 2 solución de ClNa 0,85 % y a la Nº 3 agua destilada. Coloree cada muestra con una gota de azul de Metileno y ubíquelas en distintos portaobjetos. Tape con un cubreobjeto

b.- Numere tres portaobjetos y coloque en cada uno 1 gota de sangre fresca con capilares heparinizados. Agregue al N º1 solución de ClNa al 40%, al Nº 2 solución de ClNa 0,85 % y al Nº 3 agua destilada. Tape con cubreobjetos.

c.- Antes de observar los preparados en el microscopio, complete en el cuadro los tipos de solución. Luego, piense que va a ocurrir con las células en cada tratamiento y elabore una predicción para cada uno de ellos. Complete la tabla.

Tipo Celular	Tratamiento	Tipo de solución	Predicción
Células vegetales	NaCl 40%
	NaCl 0,85%
Células animales	NaCl 40%
	NaCl 0,85%
	Agua destilada

d.- Observe los preparados al microscopio con objetivos de 40x o 45x.

Dibuje lo observado. Compare lo observado con las predicciones elaboradas previamente.

2.- Efecto de la temperatura sobre la membrana plasmática

a.- Corte tres pedazos de remolacha (15 mm de largo) con un sacabocado y colóquelos en tubos de ensayo rotulados del 1 al 4.

b.- Añada 5 ml de agua al tubo 4 y colóquelo en el freezer por 30 min.

c.- Añada 5 ml de agua al tubo 3 y colóquelo en el baño de hielo por 30 min.

d.- Añada 5 ml de agua al tubo 1 y colóquelo en un baño de agua caliente a 70° C durante 1 min.

Después de 20 min., remueva el pedazo de remolacha del tubo.

 e.- Añada 5 ml de agua al tubo 2 y déjelo durante 30 min. a temperatura ambiente.

f.- Compare la intensidad de color de las soluciones en los tubos. Coloque los resultados (intensidad de color vs. temperatura) en la siguiente tabla:

Tubo	Temperatura (°c)	Intensidad de color +              menos intenso ++++       más intenso
1	70 °c
2	20 °c – 25 °c
3	0 °c
4	<0 °c (freezer)

Responda

A.- ¿Qué tubo mostró más intensidad de color?

B.- ¿Qué indica la intensidad del color?

C.- Cómo afectan las temperaturas altas a las membranas celulares?

D.- ¿Qué le pasa a las células en temperaturas bajas?

E.- Discuta los resultados obtenidos y anote las conclusiones en su informe.

3.- Efecto de solventes la membrana plasmática

a.- Rotule tres tubos de ensayo de 1 al 3.

b.- Añada 5 ml de las siguientes soluciones a los tubos de ensayo: Tubo 1: etanol al 50 % Tubo 2: acetona al 50 % Tubo 3: agua destilada

c.- Corte tres pedazos de remolacha de 15 mm y colóquelos en los tubos de ensayo.

d.- Luego de 30 min, remueva la remolacha y observe la intensidad de color para cada solución.

e.- ¿Qué tubo mostró la mayor intensidad de color?

f.- Rotule seis tubos adicionales (A a F) y añada lo siguiente a cada uno:

A: 1 ml de agua + 1 ml de acetona                    D: 1 ml de aceite + 1 ml de etanol

B: 1 ml de agua + 1 ml de etanol                       E: Clara de huevo + 1 ml de etanol

C: 1 ml de aceite + 1 ml de acetona                  F: Clara de huevo + 1 ml de acetona

TUBOS	Resultados
A: 1 ml de agua + 1 ml de acetona
B: 1 ml de agua + 1 ml de etanol
C: 1 ml de aceite + 1 ml de acetona
D: 1 ml de aceite + 1 ml de etanol
E: Clara de huevo + 1 ml de etanol
F: Clara de huevo + 1 ml de acetona

Atención:

BIOSEGURIDAD: No deseche por la pileta la acetona, ni el metanol; descártelos en el envase rotulado para ese propósito.

g.- Agite cada tubo suavemente y observe los resultados. ¿En qué tubos se observaron reacciones?

h.- Sobre la base de lo que se observó en los tubos de ensayos (refiriéndose a los tubos 1 - 3 y A –F), ¿cómo afecta la acetona a la membrana?

i.- ¿Cómo afecta el etanol a la membrana?

j.- ¿Qué indican los resultados sobre los componentes de la membrana?

k.- Discuta con sus compañeros y docentes los resultados obtenidos y anote las conclusiones en su informe.

file:///C:/Users/Daniela/Downloads/Gu%C3%ADa%20PROFESORADO%202013.pdf

TP N°2- Electroforesis

Actividad: lee atentamente esta publicación y realiza un informe, para entregar, de 2 páginas A4. Donde explique los fundamentos de la técnica de electroforesis, tipos y aplicaciones propuestas. 

Fecha de límite de entrega: 18/abril/2020.

Trabajo Práctico Nº 9

Tema: ELECTROFORESIS       http://biomodel.uah.es/tecnicas/elfo/inicio.htm

Fundamentación: La mayoría de las biomoléculas poseen una carga eléctrica, cuya magnitud depende del pH del medio en el que se encuentran. Como consecuencia, se desplazan cuando se ven sometidas a un campo eléctrico.

Se denomina electroforesis a la técnica mediante la cual se separan las biomoléculas en disolución cuando se ven sometidas a un campo eléctrico. Se trata de una técnica fundamentalmente analítica, aunque también se puede realizar con fines preparativos.

Cada molécula se desplaza por efecto del campo, alcanzando rápidamente una velocidad constante al equilibrarse la fuerza impulsora (fuerza del campo eléctrico) con la resistencia al avance (fuerza de fricción o rozamiento) impuesta por el medio en el que se desplaza.

Fuerza del campo eléctrico   =       Fuerza de fricción

q⋅E     =       f⋅v

q  = carga (C)                                v = velocidad de la molécula (m/s)

E = intensidad del campo (V/m = N/C)      f = coeficiente de fricción (C·V·s / m2 = kg/s)

El coeficiente de fricción mide la resistencia intrínseca debida a las características de cada molécula, siendo éstas esencialmente su forma y su tamaño. Así, por ejemplo, las moléculas grandes y de forma irregular poseen un mayor coeficiente de fricción que las pequeñas y compactas.

En unas condiciones determinadas de electroforesis, la diferente movilidad de cada molécula definirá su separación en el espacio; al ir transcurriendo el tiempo, se van separando progresivamente unas de otras.

Al ser el medio de soporte a su vez un polielectrolito, está constituido por iones, que son atraídos y así recubren los iones de la muestra, lo que altera el comportamiento de éstos en el campo. Todo ello hace que el tratamiento teórico cuantitativo de la electroforesis sea muy difícil y que esta técnica resulte poco útil para obtener información precisa sobre la estructura de las moléculas. Sin embargo, es enormemente útil como técnica analítica y preparativa.

Se suele hablar de 3 tipos de electroforesis:

De frente móvil: los componentes de la muestra están presentes en toda la disolución y se determina ópticamente la posición del frente de avance o frontera con el disolvente.

Zonal: la muestra se aplica como una mancha o banda y sus componentes migran a través de un disolvente, utilizando además un medio que da soporte a éste. En este caso no se determina la movilidad, sino que el único objetivo de la técnica es separar los componentes de la muestra.

Continua: la muestra se aplica también en una zona, pero se suministra continuamente a lo largo del proceso (para más información, véanse las pp.250-2 de Freifelder, 1999).

Estudiaremos únicamente la electroforesis zonal, de uso más extendido.

Finalmente, debe señalarse que, aunque es menos frecuente, también se puede aplicar la electroforesis para la separación de células.

Medios de soporte para realizar la electroforesis

La muestra debe situarse en o sobre un medio soporte, principalmente para evitar perturbaciones mecánicas y corrientes de convección durante la separación. En algunos soportes (papel o similares) la muestra queda sobre la superficie y avanza a lo largo de ella, con escasa fricción, por lo que el mecanismo principal de separación es la magnitud de la carga de cada componente de la muestra. Otros medios de soporte (“geles”, medios semisólidos o gelatinosos) están formados por polímeros que forman una malla, matriz o red tridimensional a través de la cual deben avanzar las moléculas de la muestra, que queda embebida en el medio de soporte electroforético. Como consecuencia, la fricción es notable y los factores de forma y tamaño adquieren una alta relevancia en la separación.

Medios de baja fricción                      Medios de elevada fricción

papel

acetato de celulosa                              gel de almidón

gel de agarosa                                     gel de poliacrilamida

gel de agarosa+poliacrilamida

separación principalmente por carga    separación por carga, tamaño y forma

Papel: sencillo, pero con elevada adsorción debido a los grupos hidroxilo de la celulosa.

Acetato de celulosa: los grupos –OH están acetilados, lo que reduce la adsorción; baja tinción de fondo; es posible transparentarla o disolverla para detectar y recuperar, respectivamente, los componentes separados.

Almidón: pasta de almidón cuyos granos se han disgregado en un tampón caliente (se hinchan). Actualmente se utiliza poco, ha sido sustituido por la poliacrilamida.

Agarosa: polisacárido, producto purificado de algas (composición similar al agar-agar). Se disuelve en caliente (50-60°C) y al enfriar solidifica formando un gel, de alta porosidad.

poliacrilamida

acrilamida

Poliacrilamida: el gel es el resultado de la polimerización química de una mezcla de acrilamida y bisacrilamida. Regulando la concentración de ambas y su proporción se consiguen distintas porosidades, siempre menores que la de los geles de agarosa.

acrilamida: estructura química de la acrilamida          (forma polímeros lineales)

N,N’-metileno-bis(acrilamida): estructura química de la bisacrilamida                                               (introduce uniones cruzadas entre cadenas de poliacrilamida)

poliacrilamida:

(vista parcial)  estructura de una porción de poliacrilamida

Agarosa+poliacrilamida: se consigue una porosidad intermedia.

Poliacrilamida con SDS: el dodecilsulfato sódico (Sodium Dodecyl Sulphate; sinónimo: laurilsulfato sódico) es un detergente aniónico que se une a las proteínas, desnaturalizándolas en una conformación extendida recubierta de moléculas de SDS. Como consecuencia, el tamaño de la molécula de proteína es directamente proporcional a su longitud en aminoácidos y su carga queda enmascarada por la mayor carga del SDS que la recubre, que es también proporcional a la longitud. Por lo tanto, la movilidad electroforética de la proteína depende exclusivamente de su masa molecular.

      Modos de disposición del soporte

Horizontal

En papel, para aminoácidos u otras moléculas pequeñas; en soportes similares (especialmente, acetato de celulosa), para proteínas.

En gel de almidón o de agarosa, para proteínas y especialmente para ácidos nucleicos. Casi siempre el tampón cubre el gel (para evitar que se seque debido al calentamiento sufrido al pasar la corriente), denominándose por ello “electroforesis submarina”.

El soporte se impregna por capilaridad de disolución tampón, que disuelve la muestra y mantiene el contacto eléctrico.

Se aplica la muestra depositándola (con pipeta o un aplicador específico) como una gota sobre el soporte (papel, acetato de celulosa) o dentro de un “pocillo” creado en el gel.

Vertical: Se usa casi exclusivamente con gel de poliacrilamida (más resistente físicamente, no se desliza), para proteínas o para ácidos nucleicos de pequeño tamaño.

El gel puede rellenar tubos de vidrio (este formato ya apenas se usa) o estar contenido entre 2 placas rectangulares.

Contacto eléctrico y disolvente gracias al tampón que embebe el gel y llena las cubetas o compartimentos del ánodo y cátodo.

La muestra se deposita con micropipeta llenando un “pocillo” creado al polimerizar el gel.

En cuanto a la composición del gel hay dos variantes: electroforesis continua (un solo tipo de gel) y electroforesis discontinua (2 tramos de gel de composición ligeramente diferente).

Aplicaciones:

1)     Electroforesis de proteínas séricas en acetato de celulosa. En esta se realiza un reconocimiento cuanti y cualitativo. Dentro de las proteínas séricas encontraremos distintos grupos de proteínas clasificadas como:

Albúmina

α 1 globulinas

α 2 globulinas

b globulinas

g globulinas

 file:///C:/Users/Daniela/Downloads/Electroforesis%20de%20proteinas.pdf

2)    Electroforesis de ADN. La electroforesis en geles de agarosa o poliacrilamida es una de las metodologías más utilizadas en el laboratorio en todo lo relacionado con el trabajo con ácidos nucleicos. Mediante la electroforesis podemos separar fragmentos de ADN y ARN en función de su tamaño, visualizarlos mediante una sencilla tinción, y de esta forma determinar el contenido de ácidos nucleicos de una muestra, teniendo una estimación de su concentración y grado de entereza. Podemos además extraer del gel los fragmentos de ADN que sean de interés, para posteriormente utilizarlos en diferentes aplicaciones.

La electroforesis de ADN puede realizarse en geles de agarosa o de poliacrilamida.

Los geles de agarosa tienen un poder de resolución mucho menor que los de poliacrilamida, porque no permiten separar moléculas de ADN que difieren en tamaño menos de unas 50 pb.

3)    Electroforesis de Aminoácidos.

En la electroforesis, los A.A. se colocan en un medio tamponado de PH característico, donde adquirirán una determinada carga de acuerdo con la naturaleza ionizable de sus grupos funcionales. Los A.A. emigrarán hacia el polo negativo ( cátodo) o al electrodo opuesto llamado ánodo (polo positivo) si están cargados negativamente, o no se desplazarán si la carga neta de ese A.A. es nula.

Uno de los tampones usados habitualmente es el piridina/ác. Acético glacial/ agua de PH= 6,1.

Los distintos A.A. poseen distintos Puntos Isoeléctricos. Ejemplo: Gly (5,97), Leu (5,98), Asp (2,77), Lys ( 9,74).-

Metodología de trabajo:

A.    Aplicación de las muestras: se traza con un papel una línea débil en el centro del papel distribuyendo en el espacio equitativamente los puntos de siembra.

B.     Se señala en el margen superior derecho de la tira de papel el signo (+) para indicar el extremo del papel que se va a situar  en el compartimento de la cubeta que va a actuar como ánodo.

C.     Se aplican las muestras.

D.    Se rocía el papel con la solución tampón de electroforesis mediante el pulverizador, procurando no mojar directamente las muestras.

E.     Se toma el papel con pinzan y se coloca sobre la cubeta. ( el papel debe estar bien humedecido)

F.     El extremo + debe coincidir con el ánodo.

G.     Se coloca la fuente de alimentación y se enciende la misma.(300V)

H.    Se deja correr media hora, se apaga la fuente, se saca el papel con pinzas, procurando no romperlo y se coloca sobre un papel de filtro en la mesa de laboratorio.

I.     Se airea el papel para que se seque.

J.     Con pinzas de madera, se sumerge en solución de Ninhidrina y luego se saca.

K.     Se espera hasta que se produce la reacción color ( púrpura)

L.     Interpretación de los resultados: Los aminoácidos contenidos en la muestra problema se comparan con los desplazamientos de A.A. patrones.

Preguntas:

I.     ¿Si el PH del tampón fuera 2  ¿Cuál sería el resultado de la electroforesis?

II.   ¿Se podría identificar mediante esta técnica una mezcla de los A.A. valina y triptófano utilizando las  mismas condiciones de la  práctica?

4)    Electroforesis de hemoglobina.

HEMOGLOBINA: La hemoglobina es una proteína que se encuentra en disolución en el citoplasma del hematíe. Y dentro de cada hematíe se encuentran unas 600 millones de moléculas de esta proteína, cuya función principal es la de fijar de forma reversible el oxígeno molecular (O₂), facilitando su transporte desde los pulmones a los tejidos.

GRUPO HEMO

La molécula de hemoglobina está compuesta por un grupo protéico y un grupo prostético. El grupo protéico está conformado por cuatro cadenas de globina. Y el grupo prostético está conformado por cuatro grupos hemo.

Cada grupo hemo está unido a una cadena de globina. Y a su vez, las cadenas de globina están unidas entre sí formando una estructura cuaternaria. Las uniones globina-globina se realizan a través de uniones entre aminoácidos, que pueden ser de dos tipos:

Enlaces fuertes: entre 35 aminoácidos (α1 – β1 y α2 – β2).

Enlaces débiles: entre 19 aminoácidos (α1 – β2 y α2 – β1).

En el centro de la molécula se sitúa el 2,3 difosfoglicerato (2,3 DPG), cuya función es la de regular la función de la hemoglobina.

Cada molécula de globina dispone de un repliegue donde se aloja el grupo hemo. La unión del grupo hemo con la globina se realiza a través de dos mecanismos:

Mediante enlaces entre las cadenas laterales de ácido propiónico del grupo hemo y la cadena de globina.

Por el hierro, que dispone de dos valencias libres. Una fija directamente la globina sobre un residuo de histidina, y la otra, por el lado opuesto, se une a una molécula de oxígeno. Y éste, a su vez, se une a otro residuo de histidina.

Estructura de la globina

Las cadenas de globina son polipéptidos formados por una determinada cantidad de aminoácidos. Existen 6 tipos diferentes de cadenas de globina:

Alfa (α)

Beta (β)

Gamma (γ)

Delta (δ)

Épsilon (ε)

Zeta (ζ)

Cada una de ellas cuenta con un número determinado de aminoácidos. Por ejemplo, las cadenas α poseen 141 aminoácidos, mientras que las β, γ y δ poseen 146 aminoácidos.

Las cadenas de globina poseen estructura primaria, secundaria y terciaria. Solo logran la estructura cuaternaria, característica de la hemoglobina, cuando se unen cuatro cadenas de globina. El tetrámero globínico está conformado por la unión de cadenas de globina con estructura terciaria.

En la estructura terciaria de la globina surge el hueco donde se va a llevar a cabo la unión del grumo hemo con la globina.

Estructura del grupo hemo: El grupo hemo conforma el grupo prostético (no protéico) de la hemoglobina y es el responsable de su color rojo característico.

Está compuesto por la protoporfirina IX, en cuyo centro se sitúa el ión ferroso (Fe+2). La protoporfirina IX, a su vez, está compuesta por cuatro anillos pirrólicos.

El ión ferroso es hexacovalente, con seis valencias, teniendo seis nexos de unión. Cuatro de ellos están unidos a la protoporfirina IX, concretamente a los cuatro nitrógenos de sus anillos pirrólicos. Las dos valencias libres, como hemos visto anteriormente, se unirán a la globina y al oxígeno molecular (O2). La unión con el oxígeno es reversible.

Para que el átomo de hierro pueda fijar el oxígeno, es necesario que se encuentre reducido (ión ferroso Fe²⁺). Si se encuentra oxidado (ión férrico Fe³⁺) el grupo hemo perderá la capacidad de fijar el O2, perdiendo la hemoglobina, de este modo, su función respiratoria.

La hemoglobina con ión férrico, y sin función respiratoria, recibe el nombre de metahemoglobina. En condiciones fisiológicas, tan solo un 1% de la hemoglobina total es metahemoglobina. Si la cantidad de metahemoglobina supera el 1% se dice que existe una metahemoglobinemia.

Tipos de hemoglobina: Vimos con anterioridad la existencia de 6 cadenas diferentes de globina. Cada molécula de hemoglobina posee cuatro de estas cadenas, iguales dos a dos. Es decir, en cada molécula de hemoglobina hay dos tipos de cadena de globina diferentes.

La combinación de estas cadenas entre sí dan lugar a los seis tipos de hemoglobina normales:

La hemoglobina A es la predominante en una persona adulta, constituyendo el 96-98% de la hemoglobina total. La hemoglobina A₂ constituye el 2-3%, mientras que la hemoglobina F, predominante en el feto, constituye el 1%.

Las hemoglobinas Gower I, Gower II y Portland solo están presentes durante la etapa embrionaria.

Los genes que codifican las cadenas de globina están presentes en el cromosoma 11 y en el cromosoma 16. Estos genes se reordenan en el mismo orden en el que se expresan. El cambio de síntesis de una globina a otra está relacionado con la metilación de los genes. Cuanto menos metilados estén más se expresan.

Funciones de la hemoglobina: La principal función de la hemoglobina es la de transportar oxígeno desde los pulmones a los tejidos. Pero también contribuye al transporte de CO₂ en sentido contrario, desde los tejidos a los pulmones. De este modo la hemoglobina cumple su función de vehículo en el transporte e intercambio gaseoso, que ocurre tanto en pulmones como en tejidos.

 

Como hemos visto anteriormente, la unión del O₂ al ión ferroso Fe²⁺ es reversible. Además, cada molécula de hemoglobina puede fijar un máximo de cuatro moléculas de oxígeno, es decir, tantas moléculas de oxígeno como grupos hemo se encuentran en ella. Otra función que lleva a cabo la hemoglobina es la de regulación del pH.

 

Grado de saturación de la hemoglobina: Se denomina grado de saturación de la hemoglobina al porcentaje de hemoglobina con oxígeno (oxihemoglobina) respecto al total de la hemoglobina.

La saturación de la hemoglobina depende de la concentración de O₂ y de su afinidad por él. Su concentración se expresa como presión parcial de oxígeno bajo las siglas PO₂.

La representación gráfica del grado de saturación con respecto a la concentración de oxígeno recibe el nombre de curva de disociación de la hemoglobina. En la gráfica, el P₅₀ representa la presión parcial de oxígeno a la cual la hemoglobina está saturada al 50%.

La curva de disociación se desplaza a izquierda o a derecha en función de la afinidad por el oxígeno. Esa afinidad viene determinada precisamente por la P₅₀, y se puede ver alterada por los siguientes factores:

• Un aumento de concentración de CO₂ en el medio disminuye la afinidad.
• El 2,3 difosfoglicerato disminuye la afinidad de la hemoglobina por el O₂. Esto favorece su liberación a los tejidos.
• El pH modifica la afinidad. Si desciende (aumenta la acidez, con un aumento de la concentración de hidrogeniones) la afinidad disminuye. El O₂ se libera de la hemoglobina para unirse a los H⁺ y neutralizar el pH. A esta propiedad se le denomina efecto Bohr.

Estos tres factores, o propiedades, disminuyen la afinidad y la liberación de O₂ en los tejidos. En cambio, aumentan la afinidad por el oxígeno durante el intercambio gaseoso que ocurre en los alveolos pulmonares. Es decir, tienen un efecto u otro en función de la localización.

La elevación de la temperatura (fiebre) también disminuye la afinidad de la hemoglobina por el oxígeno, ya que existe un aumento del metabolismo celular.

Otros tipos de hemoglobina: Hasta el momento hemos visto las hemoglobinas normales. Existen hemoglobinas patológicas como la C y la S que veremos en el futuro. Y también encontramos hemoglobinas que pueden saturarse por moléculas diferentes al O₂. En función de lo que se unan al grupo protéico recibirán una denominación u otra:

• Oxihemoglobina: Es la consideraba normal, saturada de oxígeno.
• Deoxihemoglobina: También denominada hemoglobina reducida. Los cuatro grupos hemo se encuentran sin oxígeno.
• Carbaminohemoglobina: La fracción protéica está saturada de CO₂. Se forma tras el intercambio gaseoso que ocurre a nivel celular en los tejidos.
• Metahemoglobina: El hierro del grupo hemo se encuentra oxidado (ión férrico F³⁺). No fija el oxígeno.
• Carboxihemoglobina: El grupo protéico está saturado por monóxido de carbono (CO), que tiene una afinidad muy superior a la del oxígeno. Puede ser mortal, ya que no tiene función respiratoria y produce asfixia tisular. Esta desoxigenación tiene una característica contraria al resto de fallecimientos por asfixia, ya que los fallecidos no presentan cianosis, al contrario, presentan un color de piel rojo cereza.
• Sulfohemoglobina: El grupo protéico presenta la unión de un radical sulfuro (S^-2). Tampoco tiene función respiratoria.
• Hemoglobina glucosilada: Está presente de forma normal en sangre en bajas proporciones. Pero se ve aumentada en patologías como la diabetes. El grupo protéico se une a la glucosa y a otros hidratos de carbono libres.
• Cianhemoglobina: El O₂ es sustituído por el radical cianuro (CN^–). No tiene función respiratoria.